# 活/死细胞双染色试剂盒：细胞分析的得力助手

一、试剂盒的组成与工作原理

试剂盒的组成

活/死细胞双染色试剂盒主要包含两种关键荧光染料：用于标记活细胞的绿色荧光染料和用于标记死细胞的红色荧光染料。这两种染料具有不同的化学特性和作用机制，能够分别与活细胞和死细胞中的特定成分结合，从而实现对细胞生死状态的区分。

工作原理

绿色荧光染料（如 Calcein-AM）能够自由穿透活细胞的细胞膜，并在细胞内被酯酶转化为具有荧光的 Calcein，从而发出明亮的绿色荧光。这一特性使得绿色荧光染料成为标记活细胞的理想选择。活细胞的膜完整性良好，能够有效地摄取并保留绿色荧光染料，而死细胞由于细胞膜的破损，无法有效摄取或保留该染料。

红色荧光染料（如 PI）则主要用于标记死细胞。PI 是一种核酸染料，能够与细胞内的 DNA 结合并发出红色荧光。在活细胞中，细胞膜的完整性阻止 PI 进入细胞内；而在死细胞中，细胞膜的破损使得 PI 能够自由进入并与 DNA 结合，从而发出红色荧光。

二、操作使用方法

染色前准备

1. 细胞培养：根据实验需求，将细胞培养至适宜的密度。对于贴壁细胞，可使用胰蛋白酶消化并收集细胞；对于悬浮细胞，直接收集即可。用PBS 洗涤细胞两次，去除培养基和其他杂质。

2. 细胞计数与调整浓度：对收集到的细胞进行计数，并用适当的缓冲液调整细胞浓度，一般建议的细胞浓度范围为

   $1 \times 10^5 - 1 \times 10^6 \, \text$

   ，以确保在后续的染色和检测过程中能够获得理想的信号强度和细胞分布。

染色过程

1. 取适量细胞悬液：取适量的细胞悬液（通常为 100 μL），加入到新的离心管或培养皿中。

2. 加入染色试剂：按照试剂盒说明书的要求，分别加入适量的绿色荧光染料和红色荧光染料。一般情况下，每 100 μL 细胞悬液中需加入数微升的每种染料，具体用量应根据试剂盒的推荐进行调整。

3. 轻轻混匀：轻轻吹打或漩涡混匀细胞悬液，确保染料均匀分布并充分接触细胞。这一步骤对于保证染色的均匀性和准确性至关重要。

4. 避光孵育：将染色后的细胞悬液置于适当的温度（如 37℃）下避光孵育一段时间，通常为 15 - 30 分钟。避光孵育有助于防止染料的光漂白，确保荧光信号的稳定和清晰。

染色后处理

1. 去除未结合的染料：用预冷的 PBS 或其他适当的缓冲液洗涤细胞一次，以去除未结合的染料。离心速度为 300×g，离心时间为 5 分钟。用适量的缓冲液重新悬浮细胞，以减少背景荧光并提高检测的准确性。

2. 分析检测：将染色后的细胞悬液转移到流式细胞仪检测管或荧光显微镜载玻片上，立即进行检测。在流式细胞仪中，绿色荧光的激发波长一般为 488 - 500 nm，发射波长为 510 - 530 nm；红色荧光的激发波长一般为 490 - 540 nm，发射波长为 600 - 630 nm。

三、质量控制与注意事项

质量控制

活/死细胞双染色试剂盒应保存在 4℃左右的低温环境中，避免光照直射和温度波动过大。在保存过程中，注意密封保存，防止试剂挥发或吸收水分。试剂盒在有效期内具有良好的稳定性，每一批次都经过严格的质量检测，确保其性能符合要求。

注意事项

在实验过程中，需严格遵循无菌操作规范，避免细胞受到污染。使用的试剂、培养容器和操作工具都应经过严格的灭菌处理。实验操作应在超净工作台中进行，以降低污染风险。

染色时间应根据细胞类型和实验需求进行优化。过短的染色时间可能导致染色不充分，影响检测结果；过长的染色时间则可能导致非特异性染色，增加背景信号。建议在正式实验前进行小规模的预实验，以确定最佳的染色条件。

这两种荧光染料对光敏感，操作过程中应尽量减少样本的光照时间，以防止荧光淬灭。在染色和检测过程中，应使用适当的避光措施，如使用避光罩或在暗室中操作。细胞状态监测：实验全程观察细胞状态，确保良好生理状态，异常时及时调整条件。